Взаимосвязь цикла дикарбоновых кислот с циклом трикарбоновых кислот у высокопродуктивных свиней

Статья является фундаментальным началом цикла работ, направленных на понимание процессов, связанных с высокой продуктивностью у высших животных. Цель работы – изучение взаимосвязи цикла дикарбоновых кислот с циклом трикарбоновых кислот с установлением активности и дислокации ферментов, подтверждение гипотезы о наличии и активном метаболическом участии пероксисом у высокопродуктивных животных. Исследования проводили на базе вивария ВНИИФБиП животных в 2019 г. на группе поросят породы ирландский ландрас (n = 10). После убоя в возрасте 210 дней изучены ядерная (с крупными частицами ткани), митохондриальная и постмитохондриальная фракции печени с оценкой сукцинатдегидрогеназы и активности других дегидрогенов цикла Кребса. Выявлено, что пероксисомы выступают в качестве универсальных агентов коммуникации и кооперации, а микротельцы способны генерировать различные химические сигналы, переносящие информацию, по контролю и управлению рядом механизмов в метаболических взаимоотношениях организма. Несмотря на то что дегидрогеназы цикла Кребса считаются митохондриальными ферментами, в эксперименте наблюдалось увеличение активности прируватдегидрогеназы (Р > 0,1), изоцитратдегидрогеназы (0,1 > Р > 0,05) и малатдегидрогеназы (0,1 > Р > 0,05), что при сравнении между собой митохондриальной и постмитохондриальной фракций указывает на проявление более высокой активности пероксисомальных фракций. Место локализации пероксисом – постмитохондриальная фракция, в нижнем слое сосредоточены в большей степени крупные пероксисомы, а в верхнем слое – более мелкие. Установлено, что индикаторные ферменты глиоксилатного цикла изоцитратлиаза и малатсинтаза проявляют каталитическую активность в пероксисомальной фракции печени высокопродуктивных свиней. Полученные данные о функционировании у высокопродуктивных свиней ключевых ферментов глиоксилатного цикла и их внутриклеточной компартментализации позволяют глубже познать специфику обмена веществ и процессов его регуляции. Применение этих знаний на практике открывает перспективы рационализации производства животноводческой продукции повышенного количества, улучшенного качества с меньшими затратами кормов, труда и финансовых средств на ее производство.

1. Xu, Y. Studies on the regulatory mechanism of isocitrate dehydrogenase 2 using acetylation mimics / Y. Xu [et al.] // Sci. Rep. – 2017. – Vol. 7, N 1. – Art. 9785. https://doi.org/10.1038/s41598-017-10337-7.

2. Волвенкин, С. В. Субклеточная локализация и свойства ферментов глиоксилатного цикла в печени крыс с аллоксановым диабетом / С. В. Волвенкин, В. Н. Попов, А. Т. Епринцев // Биохимия. – 1999. – Т. 64, № 9. – С. 1185–1191.

3. Епринцев, А. Т. Индукция аконитатгидратазы в гепатоцитах голодающих крыс / А. Т. Епринцев, Е. В. Семенова, В. Н. Попов // Биохимия. – 2002. – Т. 67, № 7. – С. 959–966.

4. Ещенко, Н. Д. Роль цикла трикарбоновых кислот в метаболизме головного мозга / Н. Д. Ещенко, Ф. Е. Путилина // Нервная система : сб. ст. / Ленингр. гос. ун-т. – Ленинград, 1973. – Вып. 13. – С. 23–40.

5. Индукция пероксисомальной изоформы малатдегидрогеназы в печени крыс при пищевой депривации / В. Н. Попов [и др.] // Биохимия. – 2001. – Т. 66, № 5. – С. 617–623.

6. Кондрашова, М. Н. Реализация глиоксилевого цикла в митохондриях ткани животных / М. Н. Кондрашова, М. А. Родионова // Докл. Акад. наук СССР. – 1971. – Т. 196, № 5. – С. 1225–1227.

7. Галочкина, В. П. Возможная роль пероксисом и глиоксилатного цикла в регуляции обмена веществ в организме жвачных животных / В. П. Галочкина, В. А. Галочкин // Успехи физиол. наук. – 2009. – Т. 40, № 1. – С. 66–76.

8. Pyruvate modifies metabolic flux and nutrient sensing during extracorporeal membrane oxygenation in an immature swine model / D. R. Ledee [et al.] // Amer. J. of Physiology. Heart a. Circulatory Physiology. – 2015. – Vol. 309, N 1. – P. H137–H146. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00011.2015

9. Deoxynivalenol affects cell metabolism and increases protein biosynthesis in intestinal porcine epithelial cells (IPEC-J2): DON increases protein biosynthesis / C. Nossol [et al.] // Toxins (Basel). – 2018. – Vol. 10, N 11. – Art. 464. https://doi.org/10.3390/toxins10110464

10. Volvenkin, S. V. Subcellular localization and properties of glyoxylate cycle enzymes in the liver of rats with alloxan diabetes / S. V. Volvenkin, V. N. Popov, A. T. Eprintsev // Biochemistry (Moscow). – 1999. – Vol. 64, N 9. – P. 994–999.

11. α-Ketoglutarate prevents skeletal muscle protein degradation and muscle atrophy through PHD3/ADRB2 pathway / X. Cai [et al.] // Faseb J. – 2018. – Vol. 32, N 1. – P. 488–499. https://doi.org/10.1096/fj.201700670r

12. Chen, J. Alpha-ketoglutarate in low-protein diets for growing pigs: effects on cecal microbial communities and parameters of microbial metabolism / J. Chen [et al.] // Frontiers in Microbiology. – 2018. – Vol. 9. – Art. 1057. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01057

13. Supplementation with α-ketoglutarate to a low-protein diet enhances amino acid synthesis in tissues and improves protein metabolism in the skeletal muscle of growing pigs / J. Chen [et al.] // Amino Acids. – 2018. – Vol. 50, N 11. – P. 1525–1537. https://doi.org/10.1007/s00726-018-2618-3

14. Valproic acid induces prosurvival transcriptomic changes in swine subjected to traumatic injury and hemorrhagic shock / P. E. Georgoff [et al.] // J. of Trauma a. Acute Care Surgery. – 2018. – Vol. 84, N 4. – P. 642–649. https://doi.org/10.1097/ta.0000000000001763

15. Acetyl-CoA from inflammation-induced fatty acids oxidation promotes hepatic malate-aspartate shuttle activity and glycolysis / T. Wang [et al.] // Amer. J. of Physiology. Endocrinology a. Metabolism. – 2018. – Vol. 315, N 4. – P. E496–E510. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00061.2018

16. He, W. Citric acid cycle intermediates as ligands for orphan G-protein-coupled receptors / W. He [et al.] // Nature. – 2004. – Vol. 429, N 6988. – P. 188–193. https://doi.org/10.1038/nature02488

17. Alpha-ketoglutarate enhances milk protein synthesis by porcine mammary epithelial cells / Q. Jiang [et al.] // Amino Acids. – 2016. – Vol. 48, N 9. – P. 2179–2188. https://doi.org/10.1007/s00726-016-2249-5

18. Citric acid cycle metabolites predict the severity of myocardial stunning and mortality in newborn pigs / J. A. Hyldebrandt [et al.] // Pediatric Crit. Care Medicine. – 2016. – Vol. 17, N 12. – P. e567–e574.

19. Induction of a peroxisomal malate dehydrogenase isoform in liver of starved rats / V. N. Popov [et al.] // Biochemistry (Moscow). – 2001. – Vol. 66, N 5. – P. 496–501.

20. Индукция ферментов глиоксилатного цикла в различных тканях голодающих крыс / В. Н. Попов [и др.] // Изв. Рос. акад. наук. Сер. биол. – 2000. – № 6. – P. 672–678.

21. Tomiyama, A. J. Stress and obesity / A. J. Tomiyama // Annu. Rev. of Psychology. – 2019. – Vol. 70, N 1. – P. 703–718. https://doi.org/10.1146/annurev-psych-010418-102936

22. Glucose metabolism in pigs expressing human genes under an insulin promoter / M. Wijkstrom [et al.] // Xenotransplantation. – 2015. – Vol. 22, N 1. – P. 70–79. https://doi.org/10.1111/xen.12145

23. 5-Hydroxymethylcytosine localizes to enhancer elements and is associated with survival in glioblastoma patients / K. C. Johnson [et al.] // Nature Communications. – 2016. – N 7. – Art. 13177. https://doi.org/10.1038/ncomms13177

24. Succinate modulates intestinal barrier function and inflammation response in pigs / X. Li [et al.] // Biomolecules. – 2019. – Vol. 9, N 9. – Art. 486. https://doi.org/10.3390/biom9090486

25. L-Glutamate deficiency can trigger proliferation inhibition via down regulation of the mTOR/S6K1 pathway in pig intestinal epithelial cells / X.-G. Li [et al.] // J. of Animal Science. – 2016. – Vol. 94, N 4. – P. 1541–1549. https://doi.org/10.2527/jas.2015-9432

26. Hyperpolarized [1- 13 C] pyruvate as a possible diagnostic tool in liver disease / U. Kjaergaard [et al.] // Physiol. Rep. – 2018. – Vol. 6, N 23. – P. e13943. https://doi.org/10.14814/phy2.13943

27. Succinate induces skeletal muscle fiber remodeling via SUNCR1 signaling / T. Wang [et al.] // EMBO Rep. – 2019. – Vol. 20, N 9. – Art. e47892. https://doi.org/10.15252/embr.201947892

28. Mitochondrial networks in cardiac myocytes reveal dynamic coupling behavior / F. T. Kurz [et al.] // Biophys. J. – 2015. – Vol. 108, N 8. – P. 1922–1933. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.01.040

29. Lyubarev, A. E. Supramolecular organization of tricarboxylic acid cycle enzymes / A. E. Lyubarev, B. I. Kurganov // Biosystems. – 1989. – Vol. 22, N 2. – P. 91–102. https://doi.org/10.1016/0303-2647(89)90038-5

30. Попов, В. Н. Очистка и свойства изоцитратлиазы и малатсинтазы из печени голодающих крыс / В. Н. Попов, А. У. Игамбердиев, С. В. Волвенкин // Биохимия. – 1996. – Т. 61, № 10. – С. 1898–1903.

31. Покровский, А. А. Лизосомы / А. А. Покровский, В. А. Тутельян. – М. : Наука, 1976. – 378 с.

32. Метаболические и регуляторные функции пероксисом (обзор) / В. А. Галочкин [и др.] // Проблемы биологии продуктив. животных. – 2015. – № 1. – С. 5–24.